Técnicas de Tinción en Histología: Una Visión General

En histología, existen cuatro tipos principales de técnicas de tinción:

• No Químicas: Utilizan sustancias no químicas, como metales para impregnar tejidos (ej., en microscopía electrónica o con Sudán IV).
• Histoquímicas: Emplean productos químicos que se unen a sustancias y estructuras específicas para su diferenciación en microscopía óptica (ej., tinción de Hematoxilina-Eosina).
• Enzimohistoquímicas: Se basan en sustancias que, al ser procesadas por una enzima, adquieren color. No tiñen el tejido directamente, sino que revelan la acción enzimática de un tejido.
• Inmunohistoquímicas: Utilizan anticuerpos marcados para detectar sustancias celulares de forma altamente específica, aprovechando la reacción antígeno-anticuerpo.

Tejido Adiposo: Estructura y Tinción

¿Qué son los Lípidos? Tipos y Características

Los lípidos son moléculas orgánicas esenciales. Se clasifican en dos tipos principales:

• Homofásicos: Son grasas puras que se encuentran en las vesículas grasas de los adipocitos. Se tiñen comúnmente con Sudán IV u Oil Red O.
• Heterofásicos: Son grasas unidas a otras moléculas, como los glucolípidos. Se encuentran dispersos por los tejidos y las células, por ejemplo, en las membranas celulares.

Procesamiento del Tejido Adiposo para Tinción

Es crucial evitar el uso de alcoholes, acetona o xileno (X-free) durante el procesamiento, así como la inclusión en parafina, ya que disolverían los lípidos. El método óptimo de procesamiento implica:

1. Uso de criostato y protección de la muestra con OCT (Optimal Cutting Temperature compound).
2. Realización de cortes relativamente gruesos (7-10 µm).
3. Descongelación y secado de la muestra.
4. Fijación de la muestra con formol cálcico (formol al 10% y 1% de cloruro sódico, NaCl). Este fijador previene la disolución de los lípidos.

Al finalizar este proceso, se obtiene una sección lista para la tinción.

Protocolo de Tinción para Lípidos

El proceso de tinción es el siguiente: La muestra debe estar cubierta con papel de aluminio, y se emplean colorantes en disoluciones alcohólicas. Dado que estos tienden a precipitar, es fundamental agitarlos periódicamente. Tras completar el protocolo de tinción, el portaobjetos se lava con alcohol o isopropanol, se contratiñe con hematoxilina para proporcionar contraste y se monta con un medio acuoso.

Colorantes Comunes para Lípidos

• Sudán IV y Oil Red O: Tiñen los lípidos de rojo intenso a naranja-rojizo. Requiere cortes por congelación. Es importante tener precaución, ya que tiende a precipitar.
• Sudán Negro B: Tiñe lípidos y mielina de negro; los núcleos o citoplasma se tiñen de rojo.
• Azul de Nilo (Método de Lillie): Es un colorante que, debido a sus impurezas naturales, permite diferenciar entre grasas ácidas (tiñen de azul por el azul de Nilo) y grasas neutras (tiñen de rosa-rojo por el rojo de Nilo). Se utiliza en fluorescencia.

Tinciones para Carbohidratos: Glucógeno y Más

¿Qué son los Carbohidratos y el Glucógeno?

Los carbohidratos son moléculas orgánicas compuestas principalmente por hidrógeno (H), carbono (C) y oxígeno (O). El carbohidrato que más comúnmente se tiñe es el glucógeno, una cadena larga de moléculas de glucosa. En el organismo, el glucógeno funciona como una reserva de energía rápida y se localiza principalmente en el hígado, aunque también puede encontrarse en el músculo esquelético, el endometrio o el cerebro.

Procesamiento de Tejidos para la Tinción de Carbohidratos

Dado que los carbohidratos son solubles en agua, no se deben emplear colorantes en soluciones acuosas para su tinción. Para la fijación, se recomienda etanol al 80%, líquido de Carnoy o Bouin ácido. El procesamiento posterior sigue los pasos habituales hasta la desparafinación. Importante: Después de la desparafinación, se utiliza un líquido colodionado (una mezcla de alcohol-éter) que reacciona con el glucógeno, haciéndolo insoluble y permitiendo su tinción.

Aplicaciones Clínicas de la Tinción de Carbohidratos

La visualización de carbohidratos es útil en los siguientes casos:

• Detección de tumores con glucógeno (ej., sarcoma de Ewing o tumores renales).
• Enfermedades del glomérulo renal.
• Enfermedades hepáticas.
• Adenocarcinomas.
• Infecciones fúngicas.

Tinciones Comunes para Carbohidratos

Carmín de Best (No Histoquímica)

Es una coloración regresiva que tiñe el glucógeno de color rosa. Primero se tiñe con hematoxilina y se lava en agua corriente, luego se aplica el Carmín de Best durante 30 minutos y se diferencia con una mezcla de metanol y etanol. Finalmente se deshidrata con alcohol absoluto, xileno y se monta. Se utiliza frecuentemente en biopsias de endometrio. Es crucial emplear controles, ya que esta tinción no es totalmente específica y puede teñir otras sustancias.

PAS (Ácido Periódico de Schiff)

Es una tinción histoquímica que tiñe los carbohidratos de rojo oscuro o magenta. El PAS es versátil y tiñe una amplia variedad de carbohidratos. El mecanismo de tinción consiste en la oxidación de los tejidos para incrementar el número de grupos carbonilo. Posteriormente, el colorante se une a estos grupos mediante una reacción química. El protocolo de tinción es el siguiente:

1. Desparafinar e hidratar.
2. Ácido peryódico al 0.5%.
3. Agua destilada.
4. Reactivo de Schiff (fucsina básica modificada).
5. Tres lavados en baño de ácido sulfuroso.
6. Agua corriente.
7. Hematoxilina (Hx).
8. Agua corriente.
9. Agua destilada.

Combinaciones del PAS y Otras Tinciones

El PAS puede combinarse con otras técnicas para modificar la visualización:

• PAS-Diastasa: La diastasa degrada el glucógeno, permitiendo la coloración del resto de hidratos de carbono.
• Azul Alcian: Tiñe de azul los mucopolisacáridos ácidos. Se utiliza en kits con rojo nuclear para contrastar los núcleos en rojo y los citoplasmas en rosa.
• Azul Alcian-PAS: Al combinar ambos colorantes, se pueden diferenciar los mucopolisacáridos ácidos (azul), los mucopolisacáridos neutros y glicoproteínas (rojo), y el resto de estructuras (morado, si se usa hematoxilina).

Otras Tinciones Relevantes para Carbohidratos

• Mucicarmín o Carmín de Mayer: Se utiliza para detectar mucinas, secreciones producidas por células epiteliales y tejido conjuntivo. Es útil en el diagnóstico de adenocarcinomas e infecciones por hongos encapsulados (ej., Cryptococcus). Su acción se basa en la carga positiva del mucicarmín que se une a los monosacáridos con carga negativa.
• Hierro Coloidal: En resumen, el hierro se une a los monosacáridos ácidos debido a sus cargas, y posteriormente se utiliza el azul de Perls o de Prusia para teñir el hierro. Aplicaciones en Patología: Biopsias de médula ósea y carcinoma renal.